Compréhension et ciblage de la réparation de l’ADN

Sébastien Britton
Sébastien Britton

Responsable d'équipe

Les recherches de l’équipe “Compréhension et Ciblage de la Réparation de l’ADN” (DDR lab) visent à découvrir comment les cellules humaines répondent aux dommages de l’ADN afin d’identifier et de valider de nouvelles cibles thérapeutiques pour traiter le cancer. Nos découvertes majeures incluent la découverte d’une voie de réparation alternative des cassures de l’ADN (2004), des mécanismes éliminant la protéine Ku sur certaines cassures (20162020), d’une nouvelle fonction de la protéine BRCA1 aux centromères (20142021), des mécanismes d’assemblage des protéines de réparation sur le détecteur Ku (20182023) et du mécanisme d’action de plusieurs petites molécules d’intérêt thérapeutique (201720212022).

A travers une approche multidisciplinaire, nous cherchons à résoudre une question importante : comment fonctionne la réparation de l’ADN et comment peut-on la moduler à l’aide de petites molécules ?

La réparation de l’ADN détermine les effets de nombreuses thérapies anticancéreuses. Ainsi, il y a un intérêt considérable pour identifier de nouvelles petites molécules capables de moduler la réparation de l’ADN. Dans l’équipe DDR, nous cherchons à comprendre comment les cellules répondent aux dommages de l’ADN, plus particulièrement au type de dommages le plus toxique, les Cassures Double-Brin de l’ADN (CDBs). Nous utilisons ensuite nos découvertes fondamentales pour développer et conduire des cribles ciblés et phénotypiques pour identifier des modulateurs d’étapes spécifiques de la réponse aux dommages de l’ADN. Ces modulateurs pourraient constituer de nouveaux candidats médicaments pour améliorer les thérapies anticancéreuses. Pour atteindre ces objectifs, nous utilisons la microscopie à haute et super-résolution, des techniques de pointes pour induire des dommages de l’ADN dans des positions précises du noyau ou du génome, des approches de biologie cellulaire et moléculaire, des analyses génétiques et génomiques, des cribles de petites molécules et des sondes chimiques. Nous bénéficions de multiples collaborations avec des équipes de chimistes et de biologie structurale. Nous avons récemment implémenté dans l’équipe plusieurs techniques complémentaires qui nous ont permis de découvrir le mécanismes d’action de petites molécules d’intérêt pour la lutte contre le cancer (Bombarde et al. Mol Cancer Ther 2017; Bossaert, Pipier et al. 2021; Demange, Joly, Marcoux et al. eLife 2022).

Les relations entre les différentes voies de réparation de l’ADN

Deux mécanismes principaux de réparation des CDBs co-existent dans les cellules humaines : la Jonction d’Extrémités Non-Homologues (JENH) et la Recombinaison Homologue (RH). Le complexe Ku fait l’objet d’un intérêt plus particulier dans l’équipe car il constitue le détecteur majeur des CDBs chez l’homme dont il initie la réparation par JENH. Par le développement d’une nouvelle méthode permettant de visualiser et de quantifier l’accumulation des protéines de JENH au niveau de virtuellement toute CDB (Britton et al. J Cell Biol 2013), nous avons récemment découvert les mécanismes permettant d’éliminer les protéines de JENH de l’extrémité des CDB qui doivent être réparées par RH. Nous avons montré que ces mécanismes peuvent être contrôlés par des petites molécules et que leur inhibition induit des événements de réparation toxiques en réponse à certains agents anticancéreux (Britton et al. 2013 J Cell Biol; Chanut, Britton et al. 2016 Nat Commun; Britton, Chanut et al. 2020 Nucleic Acids Res).

Comment les protéines de réparation s’assemblent sur la chromatine endommagée

Grace à nos collaborations avec des biologistes structuraux (J.-B.Charbonnier, I2BC, Paris ; A. Chaplin, University of Leicester, UK), nous avons caractérisé comment les protéines de réparation APLF, XLF et plus récemment PAXX s’associent avec le détecteur majeur des CDBs chez l’homme, le complexe Ku. Les interfaces spécifiques sur Ku et les domaines de ces protéines impliqués dans ces interactions ont été caractérisés par résolution de la structure de ces complexes par CryoEM et cristallographie aux rayons X et par réalisation de mutants (Nemoz, Ropars, Frit et al. 2018 Nat Struct Mol Biol; Seif-El-Dahan, Kefala-Stavridi, Frit, Hardwick et al. 2023). Une technique de pointe permettant d’utiliser un laser bi-photon pour réaliser des dommages dans des régions du noyau de cellules humaines a permis de suivre en temps réel la dynamique d’assemblage des protéines et de leurs mutants permettant une analyse de leurs effets fonctionnels. Ces nouvelles interfaces peuvent maintenant faire l’objet de crible pour bloquer l’assemblage de protéines spécifiques sur Ku. Cette technique a également permis d’analyser comment le contexte génomique, comme l’hétérochromatine ou la transcription influe sur la réponse aux dommages de l’ADN. Ainsi, nous avons découverts un mécanisme permettant l’exclusion de la chromatine endommagée d’un grand nombre de facteurs se liant aux ARN, permettant ainsi de limiter la formation locale de R-loops (Britton, Dernoncourt et al. Nucleic Acids Res 2014).

Comment la stabilisation de structures non-B de l’ADN induit des cassures de l’ADN

Certaines petites molécules stabilisant des structures secondaires de l’ADN, comme les ligands de G-quadruplexes (G4), induisent des dommages de l’ADN dont des CDBs (Zell et al. 2020 RSC Chem Biol). A travers une approche génomique non biaisée, nous avons récemment découvert que l’ADN topoisomérase 2 alpha (TOP2A) est responsable de la production des CDBs induites par plusieurs ligands de G4 dont le CX-5461, une petite molécule actuellement en essais cliniques en oncologie (Bossaert, Pipier et al. 2021 eLife). En collaboration avec les équipes de D. Monchaud (ICMUB, Dijon) et A. Granzhan (Institut Curie, Paris), nous avons également contribué à développer de nouveaux ligands d’une autre structure secondaire de l’ADN, les Jonctions de l’ADN à Trois Voies (TWJ) et montré que ces molécules induisent également des dommages de l’ADN par un mécanisme que nous sommes actuellement en train de caractériser (Duskova 2019 J Med Chem; Duskova et al. 2020 J Am Chem Soc; Zell et al. Nucleic Acids Res 2021)

Team members

Chercheurs

Nadia Barboule (CNRS)
Sébastien Britton (CNRS)
Patrick Calsou (Inserm)
Philippe Frit (CNRS)
Dennis Gomez (CNRS)
Léa Marie (University)
Florence Larminat (CNRS)
Marie-Jeanne Pillaire (Inserm)

Ingénieurs et Techniciens

Antonio Peixoto (CNRS)
Nadège Preuilh
Amandine Prioux-Quartier
Carine Racca (CNRS)
Maria Fidelia Susanto

Doctorants

Madeleine Bossaert
Margaux Bossuat
Maëlle Caroff
Jeanne Chauvat
Maryam Salim

Nos projets de recherche

Pour en savoir plus sur nos différents projets de recherche vous pouvez consulter la version anglaise du site.

Demange*, Joly*, Marcoux* et al. (2022) SDR enzymes oxidize specific lipidic alkynylcarbinols into cytotoxic protein-reactive species. eLife

Bossaert*, Pipier* et al. (2021) Transcription-associated topoisomerase 2alpha (TOP2A) activity is a major effector of cytotoxicity induced by G-quadruplex ligands. eLife

Racca et al. (2021) BRCA1 prevents R-loop-associated centromeric instability. Cell Death Dis

Britton*, Chanut* et al. (2020) ATM antagonizes NHEJ proteins assembly and DNA-ends synapsis at single-ended DNA double strand breaks. Nucleic Acids Res 

Zell et al. (2021) Dual targeting of higher-order DNA structures by azacryptands induces DNA junction-mediated DNA damage in cancer cells. Nucleic Acids Res

Nemoz*, Ropars*, Frit* et al. (2018) XLF and APLF bind Ku80 at two remote sites to ensure DNA repair by non-homologous end joining. Nat Struct Mol Biol

Image à haute résolution des Cassures Double-Brin de l’ADN (CDBs) dans des cellules humaines traitées par des radiations ionisantes en présence d’un inhibiteur de la réponse aux dommages de l’ADN. Rouge: CDBs visualisées par gammaH2AX; Vert: cytosquelette d’Actine; Bleu : ADN. 
© Sébastien Britton